實驗原理
PCR是體外人工選擇性擴增DNA的一種方法，它類似于生物體內DNA的復制。在生物體內DNA復制需要模板、引物、DNA聚合酶、DNA解旋酶、 dNTPs；而體外PCR反應同樣需要類似的成分，有模板、引物、PCR Buffer、Taq酶、dNTPs。其中引物是人工設計的特定序列，實現對特定位置的擴增；PCR Buffer提供一個反應的緩沖環境；反應過程同生物體內一樣，DNA雙鏈打開，引物結合模板，延伸形成新鏈。而這些過程在生物體內靠DNA解旋酶解鏈，而在體外在通過控制反應溫度實現的。如常用94℃變性模板DNA打開雙鏈，在退火溫度處引物結合到模板上，最后在72℃完成延伸，并反復重復此過程即可實現對特定片段DNA的大量擴增。到第三循環開始才產生出和靶DNA區段相同的DNA分子，進一步循環地產生出靶DNA區段的指數加倍。
在擴增后期,由于產物積累,使原來呈指數擴增的反應變成平坦的曲線,產物不再隨循環數而明顯上升,這稱為平臺效應。平臺期(Plateau)會使原先由于錯配而產生的低濃度非特異性產物繼續大量擴增，達到較高水平。因此，應適當調節循環次數，在平臺期前結束反應， 減少非特異性產物。到達平臺期(Plateau)所需循環次數取決于樣品中模板的拷貝。
類型
1.菌落PCR（Colony PCR）不必提取基因組DNA，不必酶切鑒定，而是直接以菌體熱解后暴露的DNA為模板進行PCR擴增，省時少力。建議使用載體上的通用引物。通常利用此方法進行重組體的篩選或者DNA測序分析。最后的PCR產物大小是載體通用引物之間的插入片斷大小。
菌落PCR與我們通常的普通DNA的PCR的不同在于，直接以單個菌作為模板。是一種可以快速鑒定菌落是否為含目的質粒的陽性菌落。操作簡單，快捷，陽性率較高，在轉化鑒定中較常見。
2.降落PCR（touch－downPCR）：降落PCR代表了一種完全不同的PCR優化方法，它不是用許多反應管和每管用不同的試劑濃度和循環參數，而是用一個反應管或一小組反應管，在適合于擴增目的產物而不得到人為產物或引物二聚體的循環條件下反應；設計多循環反應的程序，使相連循環的退火溫度越來越低、由于開始時的退火溫度選擇高于估計的Tm值，隨著循環的進行，退火溫度逐漸降到Tm值，并最終低于這個水平。這個策略有利于確保第一個引物－模板雜交事件發生在最互補的反應物之間，即那些產生目的擴增產物的反應物之間。盡管退火溫度最終會降到非特異雜交的Tm值，但此時目的擴增產物已開始幾何擴增，在剩下的循環中一直處于主導地位。由于目標是在較早的循環中避免低Tm值配對，在降落PCR中必需應用熱啟動技術。當引物和模板的同源性未知時，降落PCR尤其有價值，當引物是根據氨基酸序列設計的簡并引物時，或者擴增多基因家族成員時，或者想進行進化PCR時經常會碰到這種情況。編設降落PCR程序的目的是要設定一系列退火溫度越來越低的循環，退火溫度的范圍應該跨越15℃左右，從高于估計Tm值至少幾度到低于它10℃左右。目前大多數的PCR儀上都可以很方便地進行降落PCR。遞減PCR通過在PCR 的前幾個循環使用嚴緊的退火條件提高特異性。循環設在比估算的Tm 高大約5℃的退火溫度下開始，然后每個循環降低1℃到2℃（當然，也可以每幾個循環降1－2℃），直到退火溫度低于Tm 5℃。特異性最高的目的模板會被優先擴增，這些產物在隨后的循環中繼續擴增占據優勢。遞減PCR 對于那些不了解引物和目的模板同源性程度的方法更為有用，如AFLP? DNA 指紋分析。原理就在于，溫度的升高提高了PCR擴增的特異性，但也提高了引物結合的難度，降低了擴增的效率，因此一開始先用高溫擴增，保證擴增的嚴謹性，待目的基因的豐度上升后，降低擴增的溫度，提高擴增的效率（此時非特異的位點由于豐度低，無法和特異位點競爭）。但是，退火溫度TOUCH DOWN無法改善擴增效率低的問題，一般用于在雜模板中提高擴增特異性
3.巢式PCR(Nest PCR):一種變異的聚合酶鏈反應(PCR)，使用兩對（而非一對）PCR引物擴增完整的片段。第一對PCR引物擴增片段和普通PCR相似。第二對引物稱為巢式引物（因為他們在第一次PCR擴增片段的內部）結合在第一次PCR產物內部，使得第二次PCR擴增片段短于第一次擴增。巢式PCR的好處在于，如果第一次擴增產生了錯誤片斷，則第二次能在錯誤片段上進行引物配對并擴增的概率極低。因此，巢式PCR的擴增非常特異。
4.不對稱PCR
低濃度的引物（限制引物）首先被用完，隨后只有高濃度的引物，繼續合成單鏈DNA。最后產物中99%是單鏈DNA。兩個引物的濃度相差100倍
5.RT-PCR
反轉錄RCR（reversetranscription PCR）和實時PCR（real time PCR）共同的縮寫。反轉錄RCR是以mRNA為模板進行反轉錄反應得到cDNA，然后以cDNA為模板通過PCR進行DNA擴增。而實時PCR(real-time PCR)，屬于定量PCR（Q-PCR）的一種，以一定時間內DNA的增幅量為基礎進行DNA的定量分析。
6.加端PCR! W6 D, E% r0 J) g9 U& B:X, F
加端PCR（add-pcr）是使擴增產物的5’-末端加一段DNA順序的PCR。設計加端PCR的引物時，除與模板配對的那一部分外再加上若干堿基，這樣使擴增產物的末端加上額外一段DNA，如加上一個限制酶的識別順序或特定功能的DNA片段。stoflet等報道在結構基因前加上噬菌體t7的啟動子，當然也可用于DNA片段的末端標記或引入特定的點突變。末端可加堿基的數量與引物的長短有關，當引物足夠長時擴增產物或末端甚至可以加上十幾個到幾十個堿基。
銜接物連接后PCR可以通過設計引物擴增驗證是否已經連接上
模板
1.模板可以是多種形式，主要包括基因組DNA、質粒DNA、攜帶病毒的基因組DNA、PCR產物，cDNA等，但不能為RNA。對于不同類型的模板，其主要不同在于預變性的時間以及模板的量。一般對于大的基因組DNA預變性時間10min足夠，質粒DNA2min、攜帶病毒的基因組DNA預變性2min、PCR產物預變性2min即可。
注意cDNA為單鏈DNA，但仍可做PCR的模板，只不過在第一輪循環時只有一個引物結合，合成另一條鏈。從第二輪開始，兩個引物均與特異位點結合，從而實現了與常規PCR的接軌。而同作為單鏈的RNA卻不能進行PCR擴增，原因就在于實現PCR反應的是DNA聚合酶，只能特意識別DNA鏈。
2.對于模版的量來說，一般25ul體系DNA的質量為50—100ng。對于基因組DNA由于其結構比較復雜，提取的濃度也往往比較大，為防止濃度過大對PCR造成影響，故需對提取的DNA進行梯度稀釋。否則濃度過高則可能會引起非特異性擴增。對于質粒及PCR產物由于其結構簡單，且提取濃度一般較低，則無需稀釋。
引物
１．一般引物用貯液濃度為10uM。對于剛合成的引物可以根據期管壁上的說明計算稀釋至10uM即可（一般引物說明上配制的濃度往往過高，所以必須稀釋至10uM才能利用實驗室最小刻度（0.5ul）的移液器取到）。另外引物一旦稀釋完畢，應注意分裝小份，防止在用的過程中反復凍融引物而造成引物的失效。
2.一般25ul反應中引物用量為0.5ul（終濃度要求為為0.1——1uM），若引物若放置時間比較長，則可以適當增加引物的用量。引物用量過多，容易導致引物二聚體（電泳時位于前方不成條帶的小片段）的出現。
附：
1.引物稀釋的方法：配制時首先將合成的引物12000r/min離心5min，室溫靜置１分鐘，然后再慢慢打開管蓋，根據引物合成單（或儲存引物的離心管）說明加入一定量的滅菌水（引物說明是加入Buffer，此處加入無菌水即可）以達到10uM的濃度，在漩渦振蕩器上充分振蕩5-10min，即配成10um的貯存液，-20℃保存備用
PCRbuffer
一般PCR Buffer為10×的，使用時終濃度應為1×。如25ul體系中，應加入10×PCR Buffer為2.5ul。另外使用時應注意是否添加了Mg2+，若沒有，則需要再單獨添加，有則無需。
Mg2+
推薦用量為１—４ｍM。濃度過低，影響PCR產物的產量，而濃度過高，則出現非特性擴增。在PCR反應中Mg2+濃度，需進行優化。
三磷酸脫氧核苷酸（dNTPs）
避免反復凍融，應分裝小份。dNTP的濃度取決于PCR反應體系中的特定靶序列的長度，常用濃度為0.2 mM。 據此我們可以確定反應體系中的dNTP的最低適宜濃度。當dNTP的濃度大于50mmol/L時會抑制Taq酶的活性。需要注意的是dNTP與Mg2+之間的濃度關系。因為dNTP中的磷酸基團可與Mg2+結合，使反應體系中游離Mg2+濃度下降從而影響Taq 酶的活性。
Taq酶
PCR使用的Taq酶在反應時由于喪失3’——>5’外切核酸酶活性，因而不具有校正活性。在典型的一次PCR反應中，taq酶造成的錯誤的核苷酸錯誤的摻入率大概為每20000個核苷酸中就有一個，雖然表面上看起來不會有多大的影響，但是在分子克隆中如果有一個錯誤核苷酸摻入，很有可能造成移碼突變，影響是嚴重的。為彌補taq酶這一缺點常將克隆后的序列進行測序，來確認所擴增序列的準確性。同時也可采用保真度更高的Pfu DNA Polymerase，來確保擴增的準確性，Pfu DNA Polymerase有3 ’-5’的外切酶活性，5’-3’外切酶活性，是目前已發現的所有耐高溫DNA 聚合酶中出錯率最低的。但PCR產物為平端，不能進行Ta克隆！而解決此問題的辦法是使用TaqPlus DNA Polymerase，該酶是Taq 酶和pfu Polymerase的混合物，因此既能保證準確性又能保證能夠進行Ta克隆。在使用中應該注意如下問題：
1．25ul體系中一般用量為0.1ul（用槍頭沾一下即可），用量過多可能會出現非特異性擴增。
2.PCR體系構建過程中最后加入的一種成分，因此只有在其他試劑加完之后才可從冰箱中取出加入。
3.Taq酶中含有甘油，故不結冰，若結冰則應丟棄。
4.對于預變性時間較長的PCR反應，應在預變性即將結束后加入酶，減少長時間高溫對酶活力造成的損傷。
5.保存時間過長的酶可以適當增加用量。
體系構建
1.加樣原則是酶最后加，倒數第二加的為模板。加樣時應從離心管底部將各成分依螺旋式上升的方式加到管壁上。如果做多管PCR，那么按照如下方法計算出公共成分做n管時所需總體積然后混合均勻之后再分裝到各個離心管中去，這樣可以有效地避免誤差及污染。
V總 =V標×（n+1）
其中V總需配制的總體積V標每管PCR反應需要某成分的標準體積，n表示所做PCR的管數。
2設立適當的陽性對照和陰性對照，檢測PCR各試劑的可用性及污染性，便于對電泳結果準確的分析。
預實驗
準備一個冰盒，并將做PCR的各試劑（除酶）、模板及無菌水放到冰上融化，設置PCR儀上反應程序。
實驗步驟
下列步驟均在冰上操作
1. 取1.5ml離心管，加入各公共成分（除酶）的V總，然后分裝于各PCR管中，最后將酶加入。
2. 瞬時離心10s，將各成分混勻。
3. 放入PCR儀反應。
4. 4℃冰箱保存。
5. 電泳檢測。
注：常用于PCR的DNA聚合酶多要求反應必須冷啟動，即反應必須在瞬間從低溫達到變性溫度（一般94℃）。但有些酶需要熱啟動，則無需在冰上操作，但酶同樣還是需要現用現取，保持酶的最大活性。
示例 PCR反應體系（25μl）及條件如下：
質粒DNA 0.5μl
上游特異性PCR引物 0.5μl
下游特異性PCR引物 0.5μl
10×PCR buffer 2.5μl
Mg2+ 1.5μl
dNTP 0.5μl
Taq PCR聚合酶 0.1μl
滅菌水 18.9μl
預變性 94℃ 2min
變性 94℃ 30s
退火 59℃ 30s
延伸 72℃ 1min
循環數 30 cycles
后延伸 72℃ 10min
電泳分析
PCR擴不出來由很多原因，每個細節都有可能導致擴不出來哦。首先重做一遍實驗，并且設陽性對照，讓同學幫忙看著，以防那個組分沒加，檢查PCR條件，并優化。如果還擴不出來，將PCR體系中的酶、dNTP、buffer全換新，并且換臺PCR儀器試試。實在不行，重新設計引物，一般我們都在設計巨多條引物時（幾百）才用primer5，你可以自己設計，按照這個網站http://www.idtdna.com/analyzer/Applications/OligoAnalyzer/計算Tm和hairpin的Tm(以小于30℃為佳)，這個是國外非常常用的。
（一）產量低或無PCR產物。
1.模板不完整。通過電泳檢測模板的質量。
2. 模板純度低。對于DNA模板，其中含有的酚(phenol）,乙二胺四乙二酸（EDTA）, 蛋白質及高金屬離子濃度（如Mg2+濃度）等污染物會影響酶的活性而影響PCR反應。可以通過再次沉淀然后70%乙醇洗滌來進一步純化DNA。.
3.錯誤的引物設計。對于DNA模板的引物，可以使用相關軟件進行設計。
4.酶用量不足或效率低。酶應貯存在-20℃冰箱，現用現拿，避免酶長期暴露在室溫而失活，因此可以適當增加酶的用量，但酶用量過多會導致非特異性擴增。
5.引物用量不足或效率低。引物應貯存在-20℃，避免反復凍融。構建PCR體系時一定在冰上操作，所有試劑都應插在冰上。
6.Mg2+量不足。如果Mg2+濃度過低，則會導致PCR產量降低。由于Mg2+濃度能夠受引物、dNTPs,模板的影響，故Mg2+濃度必須相應的進行調整以獲得最大產量。若模板中含有EDTA等金屬螯合劑時，必須相應提高Mg2+濃度（一分子的EDTA能夠結合一分子的Mg2+）。在某些需要高濃度的dNTPs的PCR反應中，由于dNTPs能夠結合 Mg2+形成復合體，故必須相應增加Mg2+濃度。
7.模板GC含量豐富。對于DNA模板，可以適當提高退火溫度。對于RNA模板，若GC含量豐富或具有二級結構，則可以適當提高一下反轉錄溫度。
（二）無特異性PCR產物。
1.錯誤的引物。重新設計引物。
2.在室溫下建立PCR體系。當PCR體系在室溫下建立時，Taq酶在建立的過程中表現為低的但是顯著性的活性，結果PCR反應中會出現非特異性擴增。為了避免這種現象若使用Taq聚合酶，須在冰上進行操作。也可使用熱啟動酶，該酶在室溫下沒有活性，只有處在高溫的PCR反應中才具有活性。
3. Mg2+濃度過高。如果Mg2+濃度過高，則會出現非特異性擴增。推薦的使用濃度為1—4mM。如果Taq Buffer 中含有KCl則起始的Mg2+濃度為1.5mM，如果Taq Buffer 中含有(NH4)2SO4，則Mg2+起始濃度為2mM。
4.模板量過高。在50ul體系中，對于質粒和片段DNA,最佳的模板用量為0.01—1ng，而對于基因組DNA則為0.1—1ug。過多的模板將導致非特異性擴增。
5.退火溫度不合適。為提高特異性，也可在最初的5個循環使用Tm高的引物作為Tm，后面的循環使用Tm低的，即采用Touch down PCR。
（三）PCR產物序列錯誤。
1.低保真度的耐熱DNA聚合酶。對于下游的一些反應例如克隆、定點突變需要高保真度的DNA聚合酶，如pfu Polymerase。
２．Mg2+濃度過高。Mg2+濃度過高，就會降低PCR的保真性。推薦的使用濃度為1—4mM。標準的dNTP濃度為0.】
2mM的PCR反應，如果Taq Buffer 中含有KCl則起始的Mg2+濃度為1.5mM，如果Taq Buffer 中含有(NH4)2SO4，則Mg2+起始濃度為2mM。
３．非最佳的模板量。在50ul體系中，對于質粒和片段DNA,最佳的模板用量為0.01—1ng，而對于基因組DNA則為0.1—1ug。如果模板量過低，則會降低PCR反應的精確性。
4.暴露于紫外線下。為避免紫外線的傷害而造成序列的突變，可采用以下兩種方法一是在切膠的過程中用長波長的紫外線（360nm）二是需要回收的DNA在跑電泳時將同一樣品分兩道跑，一道跑大部分的DNA，另一道跑能夠在紫外線下分辨的DNA的量即可，在電泳結束后將含量多的用刀切下，少的用于紫外線下確定位置，然后通過比較將含量多的相同位置的膠切下用于回收。
5.錯誤的引物設計.
DNA 模、板：避免兩對引物之間直接重復，堿基對互補或自我互補，防止產生不需要的產物。
RNA模板：為了避免對基因組DNA的擴增，設計引物時位置應設在內含子和外顯子交界處。也可以使用DNase I從RNA中除去基因組DNA。
（四）PCR產物出現在陰性對照中。
1.提取RNA中含有基因組DNA的污染，故在反轉錄前用DNAase Ⅰ將DNA消化。
2.錯誤的引物設計。
DNA 模板：避免兩對引物之間直接重復，堿基對互補或自我互補，防止產生不需要的產物。
RNA模板：為了避免對基因組DNA的擴增，設計引物時位置應設在內含子和外顯子交界處。也可以使用DNase I從RNA中除去基因組DNA。